C4-фотосинтез

C4-фотосинтез, или цикл Хэтча — Слэка, — путь связывания углерода, характерный для высших растений, первым продуктом которого является четырёхуглеродная щавелевоуксусная кислота, а не трёхуглеродная 3-фосфоглицериновая кислота, как у большинства растений с обычным C3-фотосинтезом.

По своей сути C4-фотосинтез представляет собой модификацию обычного C3-фотосинтеза и появился в процессе эволюции значительно позже последнего. В цикле Хэтча — Слэка растения осуществляют первичную фиксацию углерода в клетках мезофилла через карбоксилирование фосфоенолпирувата (ФЕП) при участии фермента фосфоенолпируваткарбоксилазы (ФЕП-карбоксилаза). Образовавшийся в результате реакции оксалоацетат превращается в малат или аспартат и в таком виде транспортируется в клетки обкладки проводящего пучка, где в результате декарбоксилирования высвобождается CO2, поступающий в восстановительный пентозофосфатный цикл[1]. В цикле Кальвина у C4-растений, как и у C3-растений, CO2 превращается в трёхатомный сахар, который идёт на синтез сахарозы. Транспорт CO2 из клеток мезофилла в клетки обкладки в виде промежуточных продуктов фиксации позволяет значительно повысить его концентрацию в месте локализации рубиско и таким образом значительно увеличить её эффективность, избежав побочной реакции с кислородом и, как следствие, полностью избавиться от фотодыхания.

Благодаря более эффективному способу фиксации CO2 отпадает необходимость держать устьица всё время открытыми, а значит снижаются потери воды в ходе транспирации. По этой причине C4-растения способны расти в засушливых местообитаниях, при высоких температурах, в условиях засоления и недостатка CO2. Тем не менее дополнительные шаги по фиксации углерода в C4-пути требуют дополнительных затрат энергии в форме АТФ. Если принять, что в цикле Кальвина у C4-растений, так же как и у C3-растений, для фиксации одной молекулы CO2 используются 3 молекулы АТФ и 2 молекулы НАДФН, то для регенерации акцептора углерода в цикле Хэтча — Слэка, то есть превращения пирувата в ФЕП, требуются дополнительно 2 молекулы АТФ. В итоге на одну молекулу CO2 в C4-пути расходуется 5 молекул АТФ и 2 молекулы НАДФН[2]. По этой причине C4-растениям для оптимального роста требуется более высокий уровень инсоляции.

История открытия

Первое упоминание о том, что у сахарного тростника первым продуктом фотосинтеза может быть дикарбоновая четырёхуглеродная кислота, появилось в 1954 году в виде короткой заметки без ссылки и было опубликовано в ежегодном отчёте экспериментальной станции гавайской ассоциации сахарных плантаторов. В более подробном виде эта работа появилась в виде короткого сообщения за авторством Х. П. Корчака, К. Э. Хартта и Г. O. Бурра. Полноценная статья этой группы исследователей была опубликована только в 1965 году. Такая большая задержка объясняется несоответствием полученных результатов результатам, полученным в лаборатории Мелвина Кальвина, с которой у гавайской группы в то время был тесный контакт[3].

Схожие результаты примерно в то же время получили и советские учёные. В работах Л. А. Незговоровой (1956—1957 гг.), было установлено, что при коротких экспозициях листьев кукурузы на свету 14С из 14СО2 обнаруживается в аспарагиновой кислоте[4]. Примерно в то же время, в 1960 году, русский учёный Ю. С. Карпилов опубликовал данные, что при радиоактивном мечении у кукурузы первыми образуются яблочная и аспарагиновая кислоты[5]. В 1963 году Ю. С. Карпилов совместно со своим коллегой И. А. Тарчевским опубликовал вторую статью, в которой рассматривалось влияние процедуры убийства листьев на радиоактивное меченье на состав продуктов фотосинтеза. Свою следующую статью на это тему Карпилов опубликовал только в 1969 году. Само собой разумеется, ни советские, ни гавайские учёные не знали о достижениях друг друга вплоть до 1969 года[3].

Работавшие в то время в лаборатории австралийской компании CSR Limited[en] в городе Брисбен учёные Маршал Дэвидсон Хэтч и Чарльз Роджер Слэк знали о результатах гавайской группы, начиная с 1960, и поэтому в 1965, когда была опубликована полноценная статья, они решили перепроверить эти данные. Повторив результаты гавайской группы с использованием метода меченых атомов при изучении фотосинтеза сахарного тростника, они определили оксалоацетат как первый акцептор углерода, использовав особую технику умерщвления[3]. На основании своих данных они составили простую рабочую модель и в 1966 году опубликовали статью, в которой впервые описали этот биохимический путь как новый тип фотосинтеза, принципиально отличающийся от цикла Кальвина[6][3].

В течение следующих четырёх лет Хэтч и Слэк проделали большую работу по расшифровке C4-пути: они постулировали и подтвердили роль ФЕП-карбоксилазы в первичной фиксации CO2, ими была открыта растительная пируватфосфатдикиназа, несколько ранее обнаруженная у бактерий, а также ранее неизвестная НАДФ-зависимая малатдегидрогеназа. Кроме того они исследовали локализацию этих, а также многих других ферментов в клетках мезофилла и обкладки пучка. Предполагалось, что четырёхуглеродные дикарбоновые кислоты должны передавать один атом углерода к некоему предшественнику с образованием триозофосфата в реакции перекарбоксилирования. Однако позже, когда было обнаружено, что в клетках обкладки в больших количествах локализуется декарбоксилирующий НАДФ-малик энзим, стало ясно, что СO2 попадет в цикл Кальвина в результате повторной фиксации, и эта гипотеза отпала. В 1970 году Хэтч и Слэк на международном собрании в Канберре представили детальную схему С4-фотосинтеза НАДФ-малатдегидрогеназного типа, где собравшимися было высказано предположение, что этот путь служит для концентрирования CO2 в клетках обкладки проводящего пучка, которое вскоре подтвердилось. Значение этого нагнетающего механизма для подавления оксигеназной активности Рубиско и фотодыхания стало понятно только в течение последующих нескольких лет[3].

Изначально Хэтч и Слэк назвали описанный ими тип фотосинтеза С4-фотосинтетический путь дикарбоновых кислот[3], название, которое позже было сокращено до С4-фотосинтез. Впоследствии в литературе этот процесс получил также название цикл, или путь Хэтча — Слэка. В отечественной литературе иногда встречается обозначение путь Хэтча — Слэка — Карпилова, подчёркивающее вклад советского исследователя.

Анатомия листа

Поперечный срез листа кукурузы, широко распространённого C4-растения. Красным цветом показаны клетки проводящего пучка, фиолетовым — клетки обкладки, а бирюзовым — клетки мезофилла.

Для C4-растений характерна особая структура листа, так называемая кранц-анатомия (нем. Kranz — корона, венец). Впервые такой тип строения листа был описан в 1884 году немецким ботаником Готлибом Габерландтом[7]. Проводящие пучки у таких растений окружены двумя слоями зелёных клеток ассимиляционной паренхимы. Внешний слой образуют клетки мезофилла, не дифференцированного на губчатую и палисадную паренхиму, а внутренний — клетки обкладки сосудистого пучка. Клетки обкладки связаны с клетками мезофилла множеством плазмодесм, благодаря чему между ними возможен активный обмен метаболитами. Особенностью строения листа C4-растений является наличие не более 2-3 слоёв клеток мезофилла, что позволяет легко обмениваться продуктами фотосинтеза через плазмодесмы. Клетки мезофилла и клетки обкладки проводящего пучка отличаются структурно и функционально. Клетки мезофилла мелкие, расположены рыхло, хлоропласты в них всегда имеют граны и они редко содержат крахмал. В этих клетках и располагается ФЕП-карбоксилаза, которая присоединяет CO2 к фосфоенолпирувату с образованием оксалоацетата. Клетки обкладки более крупные, с утолщённой, часто суберинизированной, клеточной стенкой, плотно прилегают к сосудам листа, хлоропласты в них могут не иметь гран и часто содержат зёрна крахмала. Здесь локализуется фермент Рубиско и протекает обычный цикл Кальвина[8].

Для некоторых C4-растений также характерен диморфизм хлоропластов, когда у хлоропластов клеток мезофилла есть многочисленные граны, а в клетках обкладки граны рудиментарны и практически полностью отсутствуют[9]. Тем не менее такой диморфизм не является необходимым для C4-фотосинтеза и встречается только среди растений с определённым его биохимическим типом[10].

Не у всех видов C4-растений есть субериновый слой, но все они стремятся предотвратить диффузию CO2 из клеток обкладки, поэтому положение хлоропластов в этих клетках становится особенно важным. У видов с субериновым слоем хлоропласты расположены центробежно, то есть на максимальном удалении от проводящего пучка и ближе к мезофиллу. У видов без суберинового слоя хлоропласты расположены центростремительно, впритык к клеточной стенке, максимально приближенной к проводящему пучку и в удалении от мезофилла. Такое распределение хлоропластов удлиняет путь диффузии CO2 и снижает утечку в клетки мезофилла[11].

Биохимия

Обобщённая схема C4-метаболизма: A — мезофилл; B — обкладка пучка; ЦК — цикл Кальвина

У C3-растений темновые реакции фотосинтеза начинаются с фиксации CO2 ферментом Рубиско на акцепторе рибулозо-1,5-бисфосфате с образованием двух молекул 3-фосфоглицерата. Однако из-за двойной, карбоксилазой и оксигеназной активности Рубиско, часть субстрата для фиксации CO2 взаимодействует с кислородом и окисляется, что приводит к потере субстрата и энергии, а также влечёт за собой дополнительные затраты по утилизации образовавшегося двухуглеродного соединения, 2-фосфогликолата. Сумма этих процессов носит название фотодыхание и вносит существенный вклад в снижение общей эффективности фотосинтеза.

Что бы преодолеть ограничения, связанные с побочной реакцией Рубиско в условиях низкого содержания в современной атмосфере CO2 и высокого O2, C4-растения выработали эффективный механизм концентрирования CO2 в месте локализации Рубиско, создавая благоприятные условия для работы этого фермента. Вместо прямой фиксации Рубиско в цикле Кальвина, CO2 ассимилируется в клетках мезофилла в виде четырёхуглеродной органической кислоты, которая затем транспортируется в клетки обкладки сосудистых пучков, где декарбоксилируется, высвобождая CO2. Анатомической предпосылкой нагнетания CO2 является большее число клеток мезофилла (примерно 5—7 на одну клетку обкладки). Таким образом, CO2, предварительно зафиксированный в пяти клетках, попадает в одну[12]. В клетках обкладки CO2 поступает в обычный цикл Кальвина, где вторично фиксируется Рубиско и используется для синтеза углеводов. Благодаря постоянному градиенту метаболитов, а также непроницаемой для CO2 стенке клеток обкладки, концентрация CO2 в сайте карбоксилирования Рубиско даже при закрытых устьицах возрастает в 14 раз по сравнению с равновесной концентрацией CO2 в воде (с 5 мкмоль/л до 70 мкмоль/л соответственно)[13]. При таких высоких концентрациях CO2 в сайте карбоксилирования оксигеназная реакция в значительной степени подавлена, возрастает эффективность фотосинтеза, снижаются потери энергии на фотодыхание.

Первичную фиксацию CO2 у C4-растений осуществляет фермент фосфоенолпируваткарбоксилаза или ФЕП-карбоксилаза, расположенная в клетках мезофилла. В отличие от Рубиско, она фиксирует углекислый газ в форме гидрокарбонат-иона HCO3, а не CO2. Поскольку в качестве субстрата используется заряженная молекула, то полностью исключается побочная реакция с незаряженной молекулой наподобие O2, которая к тому же отличается от гидрокарбоната по пространственному строению. Эффективность механизма предварительной фиксации CO2 при помощи ФЕП-карбоксилазы заключается не в высоком сродстве фермента к субстрату (Km(HCO3) = 0,2—0,4 ммоль/л для ФЕП-карбоксилазы[12] против Km(CO2) = 10—15 мкмоль/л для Рубиско[14]), а в том, что в цитозоле при нормальной температуре и рН 8 отношение HCO3:CO2 составляет приблизительно 50:1. Таким образом, ФЕП-карбоксилаза, в отличие от Рубиско, может присоединять доминирующую в этой равновесной реакции форму углекислоты и результативно проводить фиксацию CO2, даже если при полузакрытых устьицах концентрация растворенного в воде CO2 упадёт ниже уровня, приемлемого для Рубиско[15]. Образование HCO3 из CO2 происходит с участием цинк-содержащего фермента карбоангидразы, которая также локализована в цитозоле клеток мезофилла и ускоряет установление равновесия между двумя формами углекислоты:

ФЕП-карбоксилаза катализирует необратимую конденсацию молекул ФЕП и HCO3 с образованием оксалоацетата. ФЕП-карбоксилаза имеет очень высокое сродство к ФЕП. Оксалоацетат преобразуется в малат или же в аспартат и в таком виде транспортируется в клетки обкладки, где снова становится малатом и подвергается окислительному декарбоксилированию:

Phosphoenolpyruvat Fischer2.svg HCO3 Фн
R-Pfeil rechts 1-3.svg
ФЕПК
Oxalacetat Fischer.svg
Фосфоенолпируват (ФЕП) Оксалоацетат

В результате окислительного декарбоксилирования из малата образуется CO2 и пируват, который в той или иной форме возвращается в клетки мезофилла, где снова превращается в ФЕП при помощи расположенного в хлоропластах фермента пируватортофосфатдикиназы[en]. Катализируемая ферментом реакция довольно необычна, название «дикиназа» обозначает фермент, который катализирует двукратное фосфорилирование. На первой, обратимой стадии реакции один фосфатный остаток передаётся с АТФ на неорганический фосфат с образованием пирофосфата, а второй (Фβ) присоединяется к пирувату. Локализованная в строме хлоропластов пирофосфатаза[en] мгновенно гидролизует образовавшийся пирофосфат, что делает реакцию необратимой[16]. Таким образом происходит регенерация акцептора углекислого газа и замыкание цикла.

Pyruvat Fischer.svg АТФ+Фн АМФ+ФФн
R-Pfeil rechts 1-3.svg
ПФДК
Phosphoenolpyruvat Fischer2.svg
Пируват Фосфоенолпируват

Эффективный механизм углекислотного концентрирования позволяет C4-растениям создать такой диффузный ток, чтобы обеспечить достаточное поступление углекислого газа даже при увеличенном сопротивлении устьиц. Именно этот эффект позволяет тратить почти в два раза меньше воды на фиксацию одной молекулы CO2, чем у C3-растений, ведь с уменьшением ширины устьичной щели пропорционально падают и потери воды[13].

Три типа C4-фотосинтеза

В соответствии с типом C4-кислоты, которая служит переносчиком углекислого газа в клетки обкладки (малат или аспартат), C3-продуктом, который возвращается в клетки мезофилла для регенерации (пируват или аланин), а также с характером декарбоксилирующих реакций в клетках обкладки выделяют три варианта С4-пути фотосинтеза[17]:

  • НАДФ+-малатдегидрогеназный тип: Малат подвергается окислительному декарбоксилированию в хлоропластах под действием НАДФ-зависимой декарбоксилирующей малатдегидрогеназы (НАДФ-зависимый малик-энзим) с образованием молекулы НАДФH и CO2.
  • НАД+-малатдегидрогеназный тип: Малат декарбоксилируется в митохондриях при помощи НАД-зависимой декарбоксилирующей малатдегидрогеназы (НАД-зависимый малик-энзим) с образованием одной молекулы НАДН. Выделившийся диоксид углерода диффундирует в хлоропласты.
  • ФЕП-карбоксикиназный тип: Малат декарбоксилируется в митохондриях по НАД-малатдегидрогеназному типу, но в дополнение происходит прямое декарбоксилирование оксалоацетата в цитоплазме ФЕП-карбоксикиназой с затратой одной молекулы АТФ и образованием ФЕП.

ФЕП-карбоксикиназа (ФЕПКК) была обнаружена у такого типичного НАДФ-МДГ растения, как кукуруза, что позволяет ему транспортировать углекислоту в форме аспартата (около 25 %); многие двудольные C4-растения тоже содержат ФЕПКК в дополнение к основному декарбоксилирующему ферменту. Сосуществование разных типов C4-фотосинтеза, например, НАДФ-МДГ и ФЕПКК или НАД-МДГ и ФЕПКК, обеспечивает растению дополнительную гибкость и возможность транспортировать иные типы C4-кислот и продуктов, которые возвращаются в клетки мезофилла для регенерации. Более того, некоторые растения без ФЕПКК-активности всё же способны транспортировать несколько метаболитов, например аспартат и малат, как это происходит у сорго зернового. Каждый из смешанных типов С4-фотосинтеза, также как и «чистые» НАДФ- и НАД-малатдекарбоксилазные пути имеют свои определённые экологические преимущества. В этом смысле следует считать разделение на три независимых биохимических типа относительно условным[18].

ФЕП-карбоксикиназный тип никогда не встречается в чистом виде, и даже у растений, традиционно относимых к этому типу, ФЕП-карбоксикиназа обеспечивает хоть и бо́льшую, но никогда всю декарбоксилирующую активность. Помимо прочего, ФЕП-карбоксикиназа широко используется как вспомогательная декарбоксилаза растениями с НАДФ- и НАД-МДГ типами. По этой причине было предложено подразделять С4-фотосинтез только на НАДФ- и НАД-малатдегидрогеназные типы, которые чётко отличаются по декарбоксилирующему ферменту и плану строения, а ФЕП-карбоксилазный тип рассматривать как вспомогательный, анаплеротический путь[en], который в разной мере используется разными растениями[18].

НАДФ-малатдегидрогеназный тип (НАДФ-МДГ)

НАДФ-МДГ тип C4-фотосинтеза. ФЕП = фосфоенолпируват; OA = оксалоацетат; М = малат; Пир = пируват; ФЕПК = ФЕП-карбоксилаза; ПФДК = пируватфосфатдикиназа; НАДФ-МДГ = НАДФ-зависимая малатдегидрогеназа; НАДФ-МЭ = НАДФ-зависимый малик-энзим.

НАДФ-малатдегидрогеназный тип (НАДФ-МДГ)[12] или НАДФ-маликэнзимный тип (НАДФ-МЭ)[19] исторически был первым исследованным биохимическим типом C4-фотосинтеза. По этому пути осуществляют фотосинтез такие важные сельскохозяйственные культуры, как кукуруза, сорго, росичка и сахарный тростник[20]. В качестве транспортных продуктов используются малат и пируват.

Оксалоацетат, который образуется в результате карбоксилирования ФЕП, с помощью специфичного переносчика транспортируется в хлоропласты, где восстанавливается НАДФ-малатдегидрогеназой до малата. Образовавшийся малат выносится в цитозоль и диффундирует из клеток мезофилла в клетки обкладки через плазмодесмы. Малик-энзим, который локализован в хлоропластах клеток обкладки, катализирует преобразование малата в пируват с выделением СO2, который фиксируется Рубиско. Образовавшийся пируват с участием специфичного переносчика экспортируется из хлоропластов клеток обкладки и диффундирует через плазмодесмы в клетки мезофилла, где он с помощью другого переносчика входит в хлоропласты, где фермент пируватфосфатдикиназа снова превращает его в ФЕП[12].

Поскольку хлоропласты клеток обкладки, в отличие от хлоропластов клеток мезофилла, не содержат карбоангидразы, диффузия СO2 в строме клеток обкладки происходит медленнее, чем в клетках мезофилла. Субериновый слой между клетками обкладки и мезофилла у некоторых растений, вероятно, также затрудняет утечку СO2 через клеточные стенки, так что остается только возможность утечки через плазмодесмы. Долю СO2, который был сконцентрирован в клетках обкладки, но вследствие утечки диффундировал обратно в клетки мезофилла, оценивают как 10—30 % для разных видов[21].

Для растений, обладающих этим типом C4-фотосинтеза, характерно наличие диморфизма хлоропластов. Хлоропласты клеток мезофилла имеют много гран, в то время как хлоропласты клеток обкладки содержат преимущественно стромальные ламеллы и малое количество гранальных стопок с низкой активностью фотосистемы II, что позволяет уменьшить содержание кислорода в сайте активности Рубиско. Существует градация в количестве гран хлоропластов клеток обкладки, начиная с рудиментарных гран у кукурузы и росички и вплоть до полного их отсутствия у сорго и сахарного тростника[22]. Агранальные хлоропласты клеток обкладки осуществляют циклическое фосфорилирование при участии фотосистемы I и синтезируют только АТФ. Все восстановительные эквиваленты, необходимые для цикла Кальвина, обеспечивают клетки мезофилла за счет нециклического электронного транспорта. Окисление в клетках обкладки малата обеспечивает не более трети необходимых для работы цикла Кальвина НАДФН. Оставшаяся часть необходимого НАДФН вместе с АТФ поставляется из хлоропластов клеток мезофилла в хлоропласты клеток обкладки с помощью триозофосфат-3-фосфоглицератного челночного механизма, через триозофосфатный переносчик внутренней мембраны соответствующих хлоропластов[23].

НАД-малатдегидрогеназный тип (НАД-МДГ)

НАД-МДГ тип C4-фотосинтеза. М = Малат; ФЕП = Фосфоенолпируват; OA = оксалоацетат; Пир = пируват; Асп = аспартат; Ала = аланин; Глу = глутамат; α-КГ = α-кетоглутарат; КА = карбоангидраза; ФЕПК = ФЕП-карбоксилаза; ПФДК = пируватфосфатдикиназа; НАД-МДГ = НАД-зависимая малатдегидрогеназа; НАД-MЭ = НАД-зависимый малик-энзим; АлаAT = аланинаминотрансфераза; АспAT = аспартатаминотрансфераза;

НАД-малатдегидрогеназный тип (НАД-МДГ)[12] или НАД-маликэнзимный тип (НАД-МЭ)[19] обнаружен у большинства видов, включая просо, амарант, портулак[17], иван-чай и марь[24]. Хлоропласты как клеток мезофилла, так и клеток обкладки имеют граны и активную фотосистему II[25]. Клетки обкладки содержат множество крупных митохондрий с хорошо развитыми кристами[26]. В качестве транспортных продуктов используются аспартат и аланин.

В этом случае оксалоацетат, который образуется в реакции ФЕП-карбоксилазы, превращается в аспартат путём переаминирования, которое катализирует глутамат-аспартатаминотрансфераза. Поскольку концентрация глутамата в клетке велика, он удобен для поддержания диффузионного тока между клетками мезофилла и обкладки. В результате трансаминирования концентрация аспартата становится в 5 раз выше концентрации оксалоацетата, что создаёт сильный диффузионный ток. После диффузии в клетки обкладки аспартат транспортируется в митохондрии. Митохондриальная изоферментная форма глутамат-аспартатаминотрансферазы катализирует превращение аспартата в оксалоацетат, который затем восстанавливается НАД-малатдегидрогеназой до малата. Малат декарбоксилируется НАД-малик-энзимом с образованием пирувата, а НАД+, образовавшийся в реакции восстановления оксалоацетата, вновь восстанавливается до НАДН. Образовавшийся в ходе реакции СO2 диффундирует в хлоропласты, где ассимилируется с участием Рубиско. Пируват выходит из митохондрий и в цитозоле превращается в аланин с участием аланин-глутаматаминотрансферазы. Поскольку эта реакция равновесная, а концентрация аланина гораздо выше, чем пирувата, возникает интенсивный диффузионный ток аланина в клетки мезофилла. В клетках мезофилла аланин превращается в пируват с участием всё той же аминотрансферазы, которая упоминалась выше. Пируват транспортируется в хлоропласты, где превращается в ФЕП с участием пируватфосфатдикиназы так же, как в случае с НАДФ-МДГ типом[25].

ФЕП-карбоксикиназный тип (ФЕПКК)

ФЕПКК тип C4-фотосинтеза. М = Малат; ФЕП = Фосфоенолпируват; OA = оксалоацетат; Пир = пируват; Асп = аспартат; Ала = аланин; Глу = глутамат; α-КГ = α-Кетоглутарат; КА = карбоангидраза; ФЕПК = ФЕП-карбоксилаза; ПФДК = пируватфосфатдикиназа; НАДФ-МДГ = НАДФ-зависимая малатдегидрогеназа; НАД-MЭ = НАД-зависимый малик-энзим; АлаAT = аланинаминотрансфераза; АспAT = аспартатаминотрансфераза; ФЕПКК = фосфоенолпируваткарбоксикиназа;

ФЕП-карбоксикиназный тип (ФЕПКК или ФЕП-КК)[12] был обнаружен у нескольких быстрорастущих тропических злаков, которые используются в качестве кормовых культур. Этот путь фотосинтеза используют часть представителей рода просо (гвинейская трава[en]), хлорис гайанская[en][20] и баклажан[24]. Хлоропласты как клеток мезофилла, так и клеток обкладки имеют граны и активную фотосистему II[25]. В качестве транспортных продуктов используются аспартат, аланин, малат и фосфоенолпируват.

Как и в С4-метаболизме НАД-МДГ типа, оксалоацетат превращается в аспартат в клетках мезофилла. Аспартат диффундирует в клетки обкладки, где с участием аминотрансферазы, локализованной в цитозоле, происходит регенерация оксалоацетата. В цитозоле под действием фермента ФЕП-карбоксикиназы оксалоацетат превращается в ФЕП с затратой АТФ. Выделившийся в реакции СO2 диффундирует в хлоропласты, а ФЕП диффундирует обратно в клетки мезофилла. У растений этого типа затраты АТФ на накачивание СO2 в клетки обкладки связаны преимущественно с потреблением АТФ ФЕП-карбоксикиназой. Митохондрии обеспечивают эту реакцию необходимым количеством АТФ, окисляя малат при участии НАД-малик-энзима. Источником малата, как и в случае НАДФ-малатдегидрогеназного типа, являются клетки мезофилла. Таким образом, в метаболизме С4-ФЕП-карбоксикиназного типа лишь небольшая часть СO2 высвобождается в митохондриях, а бо́льшая часть — в цитозоле[27].

Регуляция

C4-фотосинтез регулируется по трём основным ферментам, каждый из которых активируется светом, так что С4-путь активен исключительно в светлое время суток.

ФЕП-карбоксилаза регулируется двумя путями: через фосфорилирование и аллостерически. Основными аллостерическими ингибиторами ФЕП-карбоксилазы являются карбоновые кислоты, такие как малат и аспартат[28][29]. Поскольку малат образуется на следующем шаге САМ- и С4-циклов, сразу после того как ФЕП-карбоксилаза катализирует конденсацию СО2 и ФЕП в оксалоацетат, то образуется обратная связь. И аспартат, и оксалоацетат легко превращаются друг в друга по механизму трансаминирования; таким образом, высокие концентрации аспартата путём обратной связи ингибируют ФЕП-карбоксилазу.

Основные аллостерические активаторы ФЕП-карбоксилазы у растений — это триозофосфаты[30] и фруктозо-1,6-бисфосфат[31]. Обе молекулы являются индикаторами активного гликолиза и сигнализируют о необходимости производства оксалоацетата, чтобы усилить поток вещества через цикл трикарбоновых кислот. Кроме того, увеличение гликолиза означает усиленное снабжение ФЕП и, следовательно, больше акцептора для фиксации СО2 и транспорта его в цикл Кальвина.

Когда лист находится в темноте, активность ФЕП-карбоксилазы низка. В этом случае сродство фермента к субстрату, ФЕП, очень низкое; процесс также ингибируется низкими концентрациями малата. Поэтому в тёмное время суток фермент в листе практически неактивен. При освещении листа неизвестным путём активируется киназа ФЕП-карбоксилазы, которая фосфорилирует гидроксильную группу серинового остатка в белке ФЕП-карбоксилазы. Киназа ФЕП-карбоксилазы быстро распадается, поэтому количество фермента в клетке определяется интенсивностью транскрипции гена. ФЕП-карбоксилаза может вновь быть инактивирована в случае удаления фосфатной группы специфической фосфатазой. Активированный (фосфорилированный) фермент также ингибируется малатом, но в этом случае для достижения эффекта необходимы более высокие концентрации малата. Как киназа, так и фосфатаза регулируются на уровне транскрипции. Существует также мнение, что малат обеспечивает обратную связь в этом процессе, снижая уровень экспрессии киназы и повышая экспрессию фосфатазы[29].

Регуляция пируватфосфатдкиназы

Пируватфосфатдикиназа (ПФДК) также является светозависимым ферментом. Она инактивируется в темноте за счет фосфорилирования по остатку треонина. Эту реакцию осуществляет необычный бифункциональный ПФДК-регулирующий протеин (ПФДК-РП или ПДРП). Он одновременно обладает киназной и фосфатазной активностью. Фосфорилирование довольно необычно, поскольку в качестве донора фосфатной группы используется предпочтительно АДФ, а не АТФ. Необычна и реакция дефосфорилирования: вместо молекулы воды ПФРП переносит отщепляемую фосфатную группу на свободный неорганический фосфат (Фн) с образованием пирофосфата (ФФн). Активность ПДРП зависит от уровня АДФ в строме хлоропластов. АДФ является субстратом для киназной активности и одновременно сильным конкурентным ингибитором фосфатазной. В темноте уровень АДФ значительно повышается, в результате чего подавляется фосфатазная активность. На свету, за счёт фотофосфорилирования, концентрация АДФ резко сокращается, не остаётся субстрата для киназной реакции, а фосфатазная перестаёт подавляться. В результате ПДРП отщепляет фосфат от пируватфосфатдикиназы и активирует её[32].

НАДФ-малатдепадрогеназа активируется светом за счет работы ферредоксин-тиоредоксиновой системы. В ходе световых реакций фотосинтеза энергия света питает транспорт электронов от воды к ферредоксину. Фермент ферредоксин-тиоредоксинредуктаза использует восстановленный ферредоксин для восстановления дисульфидной связи тиоредоксина из дисульфида до дитиола. Восстановленный тиоредоксин восстанавливает цистеин-цистеиновую дисульфидную связь в НАДФ-малатдепадрогеназе, что переводит фермент в активную форму[27].

Дискриминация изотопов

Удобный метод идентификации С4-растений базируется на определении соотношения изотопов углерода 13С/12С. Метод основан на том, что растения во время фотосинтеза поглощают природные изотопы углерода в разных количествах (в атмосферном CO2 содержится 98,89 % 12С и 1,11 % 13С). В целом растения отдают предпочтение 12CO2, в меньшей степени поглощают 13CO2 и в ещё меньшей степени — 14CO2. Фракционирование 13CO2 более выражено при работе Рубиско, поскольку катализируемая этим ферментом реакция протекает медленнее, и более лёгкий изотоп 12CO2 фиксируется ферментом куда охотнее, чем медленно диффундирующий 13CO2. Более быстрая ФЕП-карбоксидаза не делает различия между изотопами, а поскольку у С4-растений Рубиско реализует практически весь предварительно зафиксированный ФЕП-карбоксилазой CO2, то процент 13С в С4-растении соответствует продукту ФЕП-карбоксилазной реакции, в то время как в С3-растении определяется по соотношению изотопов, характерному для Рубиско. Соответственно С4-растения содержат относительно более высокий процент 13С, углеводы, выделенные из С4-растений, тяжелее, чем сахара из С3-растений[20]. Соотношение 13С/12С определяется масс-спектрометрическими методами и выражается значением δ13С, которое представляет собой отклонение изотопного состава исследуемого образца (13С/12С)обр от изотопного состава стандарта (13С/12С)ст. Стандартом (PDB или Чикагским стандартом) служит соотношение изотопов в кальците окаменелости Belemnitella americana мелового периода; δ13С в исследуемом образце принято выражать в промилле следующим образом[33]:

Чем более отрицательным получается значение δ13С, тем меньше содержание изотопа 13С. У С4-растений значение δ13С составляет около −14 ‰, у С3-растений — около −28 ‰ Поскольку сахарный тростник является С4-растением, а сахарная свёкла — С3-растением, по содержанию изотопа 13С можно масс-спектрометрически определить происхождение сахарозы. Таким способом можно, например, отличить настоящий ром (приготовленный из сахарного тростника) от купажированного (с добавкой сахара, приготовленного из свёклы)[20].

Особые формы C4-фотосинтеза

C4-фотосинтез без кранц-анатомии

Схема одноклеточного C4-фотосинтеза растения Suaeda aralocaspica

Хотя большинство C4-растений обладает кранц-анатомией, есть несколько видов, осуществляющих C4-цикл без разделения на клетки обкладки и мезофилла. Эти четыре растения относятся к подсемейству маревые: Suaeda aralocaspica[en], Bienertia cycloptera, Bienertia sinuspersici и Bienertia kavirense. Они произрастают в пустынных, засолённых районах Среднего Востока: B. sinuspersici в разных странах Персидского залива, B. cycloptera в Турции, Афганистане и Иране, B. kavirense в иранской соляной пустыне (Деште-Кевир), а S. aralocaspica возле соляных заводов в Центральной Азии. Для них характерен уникальный С4-механизм нагнетания CO2 в рамках одной клетки[34][35][36][37]. Все вышеперечисленные растения относятся к НАД-МДГ биохимическому типу[38].

Хотя цитологическое строение в двух родах различается, основной принцип в обоих случаях заключается в использовании больших вакуолей для разделения клетки на два отсека. У S. aralocaspica имеются очень длинные клетки палисадной паренхимы, разделённые на два отсека большой вакуолью, которая занимает почти всё пространство клетки. Паренхима располагается в один слой и более плотно упакована с внешней стороны листа, но более рыхло с внутренней. В ближнем к эпидерме листа (дистальном) регионе располагаются хлоропласты с низким содержанием гран и без Рубиско, здесь происходит синтез ФЕП из пирувата при помощи фермент пируватфосфатдикиназы. Во внутреннем (проксимальном) участке расположены обычные гранальные хлоропласты и митохондрии, здесь есть Рубиско и действует цикл Кальвина[38].

Представители рода Bienertia[en] имеют другое строение. Паренхима листа располагается в два-три слоя. Бо́льшая часть клетки заполнена вакуолями и разбита на тонкую цитозольную полоску на периферии и необычный центральный отсек с большим количеством хлоропластов в середине. Здесь наблюдается некий аналог кранц-анатомии, на периферии располагаются крупные хлоропласты с уменьшенным количеством гран и неполным набором ферментов цикла Кальвина, где происходит регенерация ФЕП, а в центре расположено скопление вдвое меньших хлоропластов с нормальными гранами и активной Рубиско, где протекает цикл Кальвина. Вместе с этими хлоропластами в центре расположены митохондрии и пероксисомы[38].

В обоих случаях за распределение двух типов хлоропластов по клетке отвечает актиновый и микротрубочковый цитоскелет. Также при одноклеточном С4-фотосинтезе не происходит обособления ФЕП-карбоксилазы, она равномерно располагается по всей клетке. В связи с этим возникает вопрос о возможном механизме её ингибирования в месте работы Рубиско, чтобы избежать повторной фиксации высвобожденного CO2[38].

В качестве другого примера C4-фотосинтеза без кранц-анатомии можно привести морскую зелёную макроводоросль Udotea flabellum[39] и одноклеточную диатомею Thalassiosira weissflogii[en][40].

Факультативный C4-фотосинтез

Hydrilla verticillata, пресноводное факультативное C4-растение без кранц-анатомии

Hydrilla verticillata — пресноводное погружённое цветковое растение, которое в летнее время собирается в большие маты под поверхностью воды. В условиях высокой температуры, низкого содержания CO2 и высокого O2 растение переходит от C3- к C4-фотосинтезу. Поскольку у Hydrilla verticillata нет кранц-анатомии, весь процесс происходит внутри одной клетки. Фотосинтез идёт по НАДФ-МДГ биохимическому пути, в цитоплазме происходит индукция синтеза ФЕП-карбоксилазы, а также ряда других белков: малик-энзима, ПФДК и аминотрансфераз. Главный декарбоксилирующий фермент — НАДФ-малик-энзим располагается в хлоропластах, там же действует пируватфосфатдикиназа, регенерирующая ФЕП[41].

В качестве другого примера переключения между C3- и C4-метаболизмом можно привести безлистную осоку Элеохарис живородящий[en], которая может расти как в погружённом виде, так и на суше. Листья этого растения полностью редуцированы и функцию фотосинтеза берут на себя стебли. При росте под водой она фотосинтезирует по C3-пути, но на суше переходит к C4-метаболизму вместе с образованием кранц-анатомии — этот процесс контролируется абсцизиновой кислотой. При этом к С4 могут переходить даже просто побеги, оказавшиеся над поверхностью воды[41].

Совмещение C4 и CAM

Portulaca mundula
Portulaca grandiflora

Метаболизм по типу толстянковых (САМ-фотосинтез) включает в себя некоторые ферменты С4-фотосинтеза, необходимые для нагнетания и концентрирования СО2. Однако в случае САМ-растений предварительная и окончательная фиксация СО2 разделены не в пространстве, а во времени. Тем не менее в течение дня в облигатных CAM-растениях может параллельно работать CAM-путь и классический C3-фотосинтез. Были даже обнаружены виды факультативных CAM-растений (C3-CAM), которые переключались с C3- на CAM-метаболизм только в условиях засухи или засоления. В этом случае внутри одной клетки может протекать C3- и CAM-фотосинтез.

Существует очень мало примеров, когда CAM- и C4-метаболизм протекают в одном растении. Большинство C4-растений представлено злаками, в которых никогда не обнаруживается CAM-фотосинтез, так же как у типичных CAM-растений, таких как орхидеи и бромелиевые, не обнаружен чистый С4-фотосинтез. Только несколько видов растений из рода портулак могут использовать оба пути, к ним относятся Portulaca grandiflora[en] и Portulaca mundula[42]. У этих растений CAM-фотосинтез происходит в наполненных соком внутренних клетках стебля и листьев, где запасается вода, в то время как C4-фотосинтез идёт во внешних клетках листа. Таким образом, даже у этих растений оба пути не работают в одной и той же клетке, из чего следует, что CAM- и C4- фотосинтез несовместимы[43].

В качестве объяснения приводятся несколько причин. Например, было бы трудно точно регулировать оба пути из-за их биохимического сходства. К тому же в основе каждого из них лежит разное анатомическое строение и транспортные механизмы, которые имеют важное значение для соответствующей функции, но не могут быть объединены в одной клетке. И, наконец, два одновременных пути концентрации СО2 не обеспечивают экологического преимущества.

C3-C4 переходные формы

Ряд С3-растений обладают типичными морфологическими признаками С4-растений, такими как анатомическая организация листьев с разделением паренхимы на мезофилл и обкладку проводящего пучка, где они могут концентрировать углекислый газ. Кроме того, значение их углекислотного компенсационного пункта находится между таковыми для C3- и C4-растений. В то же время используемый ими механизм концентрирования CO2 совершенно не характерен для C4-растений[44].

Такие растения из-за их анатомического сходства ошибочно назвали C3-C4 переходными формами или «С34-гибридами», хотя такое название в принципе не верно из-за иной биохимии механизма концентрации СО2[45].

Сравнение обычного фотодыхания и С34 концентрирующего механизма, см. пояснения в тексте

В основе концентрирующего механизма этих растений лежит так называемый С2-фотосинтез, использующий ферменты фотодыхания. Если Рубиско использует в качестве субстрата кислород вместо углекислого газа, образуется 2-фосфогликолат, который перерабатывается в процессе фотодыхания. В пероксисомах гликолат превращается в глицин, две молекулы глицина конденсируются с образованием серина и СО2 с помощью глициндекарбоксилазного комплекса (ГДК). У C3-C4 переходных растений активный ГДК локализуется только в клетках обкладки пучка, так что транспортируемый из мезофилла глицин декарбоксилируется там и обогащает клетки СО2. В клетках мезофилла также экспрессируются белки ГДК, но здесь он не активен, поскольку одна или несколько экспрессируемых субъединиц содержат мутации. Из-за глицин-серинового челнока и транспорта C2-соединений такую форму обмена веществ иногда называют «C2-фотосинтезом». Преимущество такого челночного механизма заключается в том, что СО2 высвобождается не в каждой клетке в отдельности, а концентрируется внутри клеток обкладки. В результате значительно увеличивается шанс для повторного захвата углекислого газа, улучшаются условия работы Рубиско, а значит снижается фотодыхание и связанные с ним затраты энергии.

Подобный механизм, направленный на снижение фотодыхания, обнаружен по крайней мере в следующих восьми семействах высших растений: Aizoaceae, Poaceae, Boraginaceae, Brassicaceae, Asteraceae, Amaranthaceae, Chenopodiaceae и Cleomaceae[46]. У некоторых растений из рода Flaveria[en] (Asteraceae) глициновый челнок функционирует наряду с обычным C4-фотосинтезом[46].

Экология

Согласно последним данным C4-фотосинтез независимо возникал по крайней мере 65 раз в 19 различных семействах, и являет собой непревзойдённый пример конвергентной эволюции[47][48]. Во многих родах встречаются виды как С3, так и С4.

C4-растения составляют 5 % от общей растительной биомассы и 3 % от общего количества видов растений[49][50]. Ими заселено всего 17 % поверхности Земли, но они осуществляют около 30 % наземного фотосинтеза[51]. Всего известно около 8100 видов[52], использующих C4-путь фиксации углерода, все они относятся к цветковым растениям. Среди двудольных этот путь используют только 4,5 % всех растений, а среди однодольных — 40 %. Несмотря на это, в кладе однодольных C4-растения встречаются только в трёх семействах, в то время как у двудольных — в 16 семействах. Наиболее многочисленная группа C4-растений среди однодольных — это, несомненно, травы; 46 % всех трав используют C4-фотосинтез, что соответствует 60 % всех видов C4-растений. К этой группе относятся такие сельскохозяйственные культуры как кукуруза, сахарный тростник, пшено и сорго[53][54]. В кладе двудольных максимальное число C4-видов приходится на порядок Caryophyllales. Из всех семейств Caryophyllales наиболее богато в этом отношении семейство Chenopodiaceae, в котором 550 из 1400 видов используют C4-фотосинтез. Около 250 из 1000 видов близкородственных Amaranthaceae также используют C4-фотосинтез[49][55].

Большинство C4-растений произрастает в тропиках и субтропиках ниже широты 45° в условиях высокой температуры, недостатка воды и обилия солнечного цвета. Именно в таких климатических условиях они могут успешно конкурировать с C3-растениями благодаря отсутствию фотодыхания. Однако это не означает доминирования С4-метаболизма в засушливых и тёплых условиях. Так, в юго-восточных Каракумах было найдено только четыре вида С4-растений[56]. Говоря о засушливых и тёплых местах, следует отметить, что C4-виды произрастают в умеренно-аридных условиях, когда вода есть, но её не всегда хватает. В экстра-аридных условиях преобладают CAM-растения[57].

Анализ флоры Северной Америки показал, что в Калифорнии С4-растения составляют 4,38 % всех видов, а среди злаков — 82 %, в то время как в районе Великих озёр и Квебеке — только 0,17 % всех видов и 12 % среди злаков. В тропических дождевых лесах С4-виды практически отсутствуют[56]. В калифорнийской же Долине Смерти 70 % всех растущих видов относятся к С4-растениям[57]. Преобладают они и в южных степях и саваннах. С4-виды составляют более двух третей от всех видов трав ниже широты 30°, в то время как выше широты в 50° преобладают С3-травы. На широте 35—38° флора в одинаковой мере богата С3- и С4-видами[58].

В умеренном климате C4-виды в основном активны поздней весной и летом. C3-виды, напротив, активны в течение всего года. В местообитаниях с суровыми зимами C3-виды обычно начинают расти на несколько недель раньше, чем C4-виды.

Как правило, C4-травы редко встречаются в холодных регионах, например, в бореальной зоне между 50-м и 65-м градусом широты или на большой высоте. Исключение составляет зона безлесой альпийской тундры с её сухим климатом. Кроме того, в Тибете была обнаружена C4-трава Orinus thoroldii, растущая на высоте 5200 метров. В целом же они не заходят в полярную и приполярную области (за широту в 65°)[58].

Многие C4-растения устойчивы к холоду, сотни C4-многолетников способны в состоянии покоя переживать мороз до −20 °C. Они прекрасно чувствуют себя даже в районах с умеренным и прохладным климатом, таких как южное побережье Новой Зеландии или прибрежные болота на атлантическом побережье Канады и Соединенного Королевства. В холодных и засушливых условиях произрастают кустарники с С4-фотосинтезом, например, виды рода Atriplex, которые могут вегетировать уже в апреле, при наличии снега и отрицательных температур. Особенно много таких растений в альпийской тундре, где они во множестве встречаются на высоте более 3500 или даже 4800 метров, как это происходит в Андах. При росте на высоте свыше 3500 метров горные C4-виды способны переносить ночные заморозки с отрицательными температурами и эпизодические снегопады, которые здесь могут случится даже в середине лета[58].

Анализ показывает, что такие горные С4-виды растут в определённых микросайтах, часто на юго-восточных склонах между камней, где не бывает ветра, а интенсивный солнечный свет в течение дня может нагревать лист на 10—25 °C выше температуры воздуха, так что фотосинтез протекает при температуре 25—35 °C. Повышение температуры листа днём является обязательным условием для успешной конкуренции таких высокогорных растений с С3-видами[58].

Абиотические факторы

Зависимость скорости фотосинтеза от количества CO2 в воздухе для С3- и C4-растений. Точка компенсации СО2 находится на пересечении с осью х. У C4-растений она ниже, чем у C3-растений.

Фотосинтез зависит от ряда абиотических факторов, влияющих друг на друга. Один из таких факторов — концентрация CO2, который фиксируется в процессе фотосинтеза. Если предположить, что количество света в избытке и само по себе не является ограничивающим фактором, то можно заметить, что будет происходить увеличение скорости фотосинтеза с ростом концентрации CO2 в окружающей среде. Этот процесс ограничен — скорость фотосинтеза достигает насыщения, а при достаточно высоких концентрациях даже может снижаться. С другой стороны, при слишком низкой концентрации диоксида углерода его фиксация в ходе фотосинтеза уравновешивается процессами фотодыхания и дыхания. Точка, в которой оба процесса находятся в равновесии, и называется точкой компенсации СО2.

С4-растения обладают эффективным механизмом ассимиляции CO2 через фермент ФЕП-карбоксилазу и слабым фотодыханием, поэтому их точка компенсации CO2 стремится практически к нулю (< 0,001 объёмных процентов CO2[59]). Как видно из графика, скорость фотосинтеза у С4-растений при низком содержании CO2 возрастает значительно быстрее, чем у С3, поэтому при низких концентрациях углекислого газа С4-растения всегда имеют конкурентное преимущество. Для большинства высших C3-растений точка компенсации СО2 находится при довольно высоких концентрациях и составляет 0,005—0,015 % CO2[60] в окружающем воздухе.

С другой стороны, скорость фотосинтеза С4-растений выходит на плато и прекращает расти при содержании CO2 чуть выше его обычной концентрации в воздухе, что связано с полным насыщением фермента ФЕП-карбоксилазы. У С3-растений скорость фотосинтеза продолжает расти и после двукратного увеличения содержания CO2 по сравнению с нормой. Насыщение фотосинтеза у них достигается приблизительно при 0,05—0,10 % CO2[59]. В связи с этим неоднократно высказывалось мнение, что увеличение антропогенных выбросов CO2 сдвигает экологическое равновесие в пользу С3-растений[52].

Как уже упоминалось, благодаря нагнетанию углекислоты С4-растения могут держать устьица в более закрытом положении и значительно экономить воду. Потери воды на транспирацию у С4-растений составляют 250—350 г H2O при увеличении сухого веса растения на 1 г, а у С3 — 450—950 г[24].

У С4-растений световая точка компенсации значительно выше, чем у С3-растений, им требуется гораздо больше света, чтобы полноценно существовать и расти. Тем не менее, при высокой освещенности они намного превосходят С3-растения по интенсивности фотосинтеза и скорости роста[61]. В естественных условиях у С4-растений световое насыщение не достигается, и в ясные дни они используют свет полностью даже в полдень, однако высокая точка световой компенсации накладывает ограничения на их рост в условиях низкой освещённости, то есть их рост ограничивается светом, и только тогда, когда сильный недостаток воды заставляет их закрыть устьица, и, следовательно, снизить потребление углекислого газа, их рост ограничивается концентрацией CO2[62].

Зависимость скорости фотосинтеза от температуры.

Известно, что работа концентрирующего механизма С4-растений требует дополнительных затрат энергии в форме АТФ и НАДФН: 3 молекулы АТФ и 2 молекулы НАДФН на одну молекулу CO2 для С3-пути и 5 молекул АТФ и 2 молекулы НАДФН в случае С4-пути. Как бы то ни было, затраты окупаются, так как при высоких концентрациях CO2 в сайте кабоксилирования оксигеназная реакция в значительной мере подавлена, и потери энергии в фотодыхании значительно снижены. Поэтому С4-метаболизм не обязательно требует больших энергозатрат; на самом деле при повышенных температурах С4-фотосинтез энергетически более выгоден, чем С3-фотосинтез, о чём свидетельствует график температурной зависимости фотосинтеза. Причина этого в том, что поскольку содержание кислорода в атмосфере значительно выше содержания углекислого газа, оксигеназная активность Рубиско с повышением температуры возрастает сильнее, чем карбоксилазная. Поэтому в условиях тёплого климата С4-растения, у которых не только снижена потребность в водоснабжении, но и подавлено фотодыхание, имеют значительное преимущество по сравнению с С3-растениями[63].

Для большинства С3-растений умеренной климатической зоны температурный оптимум фотосинтеза приходится на 25—30 °C. У растений с С4- и CAM-метаболизмом температурный оптимум приходится на 30—35 °C[60].

Кроме того, С4-метаболизм обеспечивает растениям более эффективное использование азота. Благодаря наличию концентрирующего механизма им требуется значительно меньшее количество Рубиско, чем С3-растениям, которые компенсируют низкую концентрацию CO2 в сайте карбоксилирования высоким содержание Рубиско в хлоропластах. Подсчитано, что С4-растению требуется около 13—20 % от количества Рубиско С3-растения для того, чтобы достичь той же скорости фотосинтеза. Свободный азот, который не расходуется на Рубиско, идёт на синтез белков люмена и водорастворимых белков[64]. Подсчитано, что эффективность использования азота в расчёте на площадь листа у С4-растений выше, чем у С3. Это, однако, не означает, что в них содержится меньше азота или что их произрастание приурочено к бедным азотом почвам. Например, используемые для засева газонов С4-травы весьма требовательны к наличию в почве питательных веществ, поскольку эволюционировали в условиях, в которых питательные вещества были в избытке[65].

Ограниченность жизненных форм

За небольшим исключением все С4-растения представлены травами и кустарниками — среди них нет деревьев. В местах преимущественного произрастания С4-растений не образуется лесов и формируется совершенно иной ландшафт. Исключением являются эндемичные для Гавайских островов представители рода Euphorbia, достигающие высоты от 6 до 10 метров. Euphorbia herbstii[en] — теневыносливое дерево с острова Оаху, которое растёт в тени других деревьев; Euphorbia olowaluena произрастает в сухих лесных массивах на острове Гавайи. Два других растущих на Гаваях вида, E. remyi[en] и E. rockii[en], тоже могут становиться маленькими деревьями высотой до 4 метров. Ещё одно исключение из парадигмы отсутствия среди С4-растений деревьев — произрастающий в Казахстане саксаул Haloxylon ammodendron, старые особи которого могут вырасти до 10—12 метров и образуют доминирующий, центральный ствол. Haloxylon ammodendron образует плотные насаждения вдоль рек в Центральной Азии, которые иногда называют лесами в широком смысле этого слова; тем не менее, эти «леса» скорее напоминают высокие заросли кустарников и не являются типичными лесами, как в районах с умеренной влажностью, где деревья могут вырастать свыше 20 метров в высоту[66]

Отсутствие, за небольшим исключением, у деревьев С4-пути, а также низкая представленность С4-растений в подлеске уже давно служит предметом дискуссий. Часто выдвигается гипотеза, что из-за повышенных требований к энергии С4-фотосинтез неэффективен в условиях низкой освещённости. Хотя последние данные показывают, что С4-растения действительно несколько хуже приспособлены к затенению в сравнении с С3-видами, эта разница не столь существенна и не объясняет, почему С4-деревья не смогли сформироваться на более открытых пространствах. Выдвигаются различные объяснения с позиции эволюции, физиологии и экологии, но пока чёткого ответа на этот вопрос нет[66].

Сравнение характеристик C3-, C4- и CAM-растений

Сравнение характеристик C3-, C4- и CAM-растений[67][68]
Характеристика C3 C4 CAM
Коэффициент транспирации мл (H2O) на г (C) 450–900 250–350 18–100 (ночью) 150–600 (днём)
Эффективность использования воды (г сухой массы/г потери воды) 1,05–2,22 2,85–4,00 8,0–55,0
Максимальная скорость фотосинтеза (мкмоль CO2/площадь листьев м2 · с) 20–40 30–60 5–12 (на свету) 6–10 (в темноте)
Температурный оптимум 15–25 °C 30–47 °C 35 °C
Прирост сухого вещества (тонн/га · год) 10–25 40–80 6–10
δ-13C от −32 до −20 ‰ от −17 до −9 ‰ от −17 до −9 ‰ (засуха) от −32 до −20 ‰ (хорошее снабжение водой)

Экономическое значение

Среди культурных растений С4-виды (кукуруза, сорго, некоторые виды проса, сахарный тростник) имеют большее значение, чем среди дикорастущих, их продуктивность составляет от 33 % (с учётом остатков, не используемых по прямому назначению, как, например, солома злаков, стебли и листья корнеплодов) до 38 % суммарной продуктивности основных сельскохозяйственных культур[69]. Также у этих растений наблюдаются более высокие скорости роста. В оптимальных условиях орошения и удобрения посевы кукурузы и сахарного тростника являются самыми продуктивными из известных агроценозов[70]. К C4-растениям также относятся и наиболее устойчивые сорняки, включая 8 из 10 самых злостных сорняков, например, свинорой пальчатый и куриное просо[71].

C4-растения также могут быть использованы для производства биотоплива, как например кукуруза в США или сахарный тростник в Бразилии. В качестве альтернативы также рассматривается вариант выращивания холодостойких C4-злаков, таких как просо, для производства целлюлозного этанола. Например, урожайность холодоустойчивых злаков из рода Мискантус составляет 15—29 тонн сухого вещества на гектар в год[64].

Одной из проблем, связанных с ростом населения мира, является истощение запасов продовольствия, тем более, что количество доступных для обработки пахотных земель неуклонно снижается. Один из способов увеличения урожайности — использование С4-фотосинтеза. Простейший из возможных подходов заключается в изменении диких, не культивируемых С4-видов с целью создания на их основе новой сельскохозяйственной культуры. Например, методами селекции из куриного проса можно было бы вывести рисоподобное культурное растение[72].

Альтернативный подход заключается во внедрении С4-пути в существующие культурные С3-растения методами генной инженерии. В качестве главных кандидатов на подобное преобразование рассматриваются рис, который служит хлебной культурой для половины Земного шара, и соя, способная к симбиотической азотофиксации. Для работы в этом направлении был собран большой международный проект, организованный на базе Международного института исследования риса[en] на Филиппинах, под названием «Проект С4-рис», в который входят 12 лабораторий из восьми стран. В декабре 2015 года проект объявил о создании культивара риса с рудиментарной формой C4-фотосинтеза. В клетки этого сорта удалось встроить все основные ферменты С4-пути, хотя созданные растения пока по большей части полагаются на С3-фотосинтез. Тем не менее, этот результат показал принципиальную возможность протекания С4-цикла в рисе[73].

По состоянию на сегодняшний день все попытки запустить С4-цикл в рамках одной клетки путём простого внедрения соответствующих ферментов либо провалились, либо оказались крайне малоэффективными. Причиной многих ранних провалов послужило отсутствие в трансформируемых растениях описанных выше белков-регуляторов главных ферментов С4-метаболизма, которые обеспечили бы их настройку в соответствии с уровнем освещённости и энергетическим состоянием клетки, а также необходимых для правильной экспрессии ключевых белков регуляторных генетических последовательностей. Другим серьёзным препятствием является отсутствие в такой схеме каких-либо преград против вытекания CO2 из клетки. Наиболее очевидным решением стало бы создание полноценной кранц-анатомии, однако на данный момент гены, ответственные за развитие такого строения, остаются неизвестными, а их поиск остаётся приоритетным направлением[72].

Эволюция

Согласно современным геологическим данным С4-фотосинтез возник в олигоцене около 30 миллионов лет до нашей эры[47]. Этот период характеризуется падением температуры и концентрации диоксида углерода (с 1000 частей на миллион до примерно 300 частей на миллион). Кроме того, атмосферная концентрация О2 увеличилась с 18 % до 21 %. Сложились крайне неблагоприятные для С3-фотосинтеза условия, способствовавшие высокому фотодыханию. Предполагается, что именно низкая доступность CO2 явилась причиной начала отбора растений с нагнетающими механизмами, что в конечном итоге привело к появлению C4 и CAM. Климат того времени стал более засушливым, появились открытые пространства с высокой освещённостью, усилилась сезонность и количество пожаров, что также, вероятно, сыграло значительную роль в отборе признаков C4- и CAM-видов[74].

Уменьшение концентрации СО2 считается важным эволюционным триггером и общей предпосылкой для формирования C4-растений, но не обязательно основной. Поскольку C4-фотосинтез развивался в течение 30 миллионов лет с момента его первого появления, важную роль несомненно сыграли локальные факторы. Существует шесть глобальных центров, которые рассматриваются в качестве ядра для многих C4-эвдикот и некоторых трав: Северная Америка, Южная Америка, Южная Африка, Восточная Африка и Аравия, Центральная Азия и Австралия. Это тёплые и сухие регионы с умеренно-аридным климатом и регулярными осадками в течение лета. Солёные, песчаные или сухие почвы способствовали возникновению и распространению C4-растений, другим благоприятным фактором стал высокий уровень инсоляции. Около 23 млн лет назад C4-растения были уже широко распространены в Африке, Америке и Южной Азии. Распространение происходило постепенно, особенно в области низких и средних широт[48].

Глобальное, экологическое значение этот тип фотосинтеза приобрёл только после широкого распространением C4-трав и расширения влияния C4-растений в луговых экосистемах и саваннах. Это произошло в конце миоцена и начале плиоцена около 2—8 миллионов лет назад. Остаётся спорным, явилось ли снижение концентрации СО2 в атмосфере глобальным общим фактором для такого распространения (по крайней мере, он — важная к тому предпосылка). Другими причинами вполне могли послужить изменение климата, появление крупных травоядных и увеличение частоты лесных пожаров[75].

Этапы формирования C4-метаболизма

С эволюционной точки зрения превращение C3-растений в C4 — довольно несложный процесс: все необходимые структурные элементы и ферменты уже присутствуют у C3-растений. Например, ферменты ФЕП-карбоксилаза и хлоропластная НАДФ-малатдегидрогеназа в норме присутствуют в замыкающих клетках C3-растений, где обеспечивают синтез ионов малата, необходимых для открывания устьичной щели. Аналогичным образом все растения обладают изоформами малик-энзима, которые располагаются в цитозоле, хлоропластах или митохондриях и в норме обеспечивают анаплеротические пути метаболизма.

Сильная кластеризация С4-видов в рамках определённых групп, например, клады PACMAD, внутри которой С4-фотосинтез возникал около 18 раз[48], указывает на то, что не все С3-растения одинаково хорошо подходят для возникновения C4-фотосинтеза, и что для этого необходимы благоприятные преадаптации.

На сегодняшний момент процесс становления C4-метаболизма представляется следующим образом: на первом этапе происходило накопление благоприятных преадаптаций, таких как высокое число жилок в листе, а также полногеномное удвоение, в результате которого возникли копии генов, необходимых для С4-пути. В дальнейшем эти копии прошли соответствующую специализацию. На втором этапе происходило последовательное образование протокранц-анатомии: увеличивались в размере клетки обкладки, в них возросло число органелл, произошло смещение и кластеризация митохондрий и хлоропластов. Предполагается, что такие преобразования могли быть выгодны растению, поскольку привели к появлению одноклеточного глицинового шаттла, который позволил растению высвобождать CO2 из метаболитов фотодыхания в непосредственной близости от хлоропластов. Подобные растения встречаются в природе, их точка компенсации CO2 на 5—15 % ниже, чем у типичных C3-растений. На третьем этапе произошло возникновение полноценного C2-фотосинтеза: снизилось число клеток мезофилла по отношению к клеткам обкладки пучка, произошла инактивация ГДК в клетках мезофилла. На четвёртом этапе на основе этих растений возник полноценный C4-фотосинтез. Предположение о возникновении С4-видов из С34 переходных форм возникли, в частности, на основании того, что у части последних активность ФЕП-карбоксилазы, ПФДК и НАДФ-МЭ в 2—5 раз выше, чем у C3-видов. В ходе заключительного, пятого этапа, происходила оптимизация и тонкая настройка нового концентрирующего механизма для максимально эффективного действия, что и привело в конечном итоге к появлению полноценных C4-растений. Должно было произойти усиление экспрессии ключевых ферментов и возникновение необходимых регуляторных механизмов, улучшение кинетических качеств ФЕП-карбоксилазы, снижение экспрессии Рубиско в клетках мезофилла и смена режима работы устьиц[76].

См. также

Примечания

  1. Ермаков, 2005, с. 196.
  2. Ермаков, 2005, с. 198.
  3. 1 2 3 4 5 6 Discoveries in Plant Biology / Editors: Shain-dow Kung,Shang-Fa Yang. — Chapter 13; M.D. Hatch and C.R. Slack: C4 Photosynthesis: Discovery, Resolution, Recognition, and Significance, 1998. — Vol. 1. — P. 175-196. — ISBN 981-02-1313-1.
  4. Полевой В. В. Физиология растений. — Высшая школа. — Москва, 1989. — С. 93. — 446 с. — ISBN 5-06-001604-8.
  5. Карпилов Ю.С. Распределение радиоактивного углерода 14C среди продуктов фотосинтеза кукурузы // Труды Казанского сельскохозяйственного института. — 1960. — Т. 41, № 1. — С. 15—24.
  6. M. D. Hatch and C. R. Slack (1966). “Photosynthesis by sugar-cane leaves. A new carboxylation reaction and the pathway of sugar formation”. Biochem.J. 101 (1): 103—111. PMID 5971771.
  7. Медведев, 2013, с. 57.
  8. Страсбургер, 2008, с. 140-142.
  9. Страсбургер, 2008, с. 140.
  10. Donat-Peter Häder: Photosynthese, 1. Auflage, Thieme Verlag, Stuttgart 1999, ISBN 978-3-13-115021-9, S. 205.
  11. Centrifugal versus centripetal chloroplasts. Plants in Action. Australian and New Zealand societies of plant sciences. Дата обращения: 22 августа 2016.
  12. 1 2 3 4 5 6 Хелдт, 2011, с. 188.
  13. 1 2 Хелдт, 2011, с. 185.
  14. Хелдт, 2011, с. 147.
  15. Страсбургер, 2008, с. 144.
  16. Evans, HJ (1968). “The Mechanism of the Pyruvate, Phosphate Dikinase Reaction”. Proceedings of the National Academy of Sciences. 61 (4): 1448—53. DOI:10.1073/pnas.61.4.1448. PMC 225276. PMID 4303480.
  17. 1 2 Ермаков, 2005, с. 197.
  18. 1 2 Yu Wang, Andrea Bräutigam, Andreas P. M. Weber and Xin-Guang Zhu (2014). “Three distinct biochemical subtypes of C4 photosynthesis? A modelling analysis”. J. Exp. Bot. 65 (13): 3567–78. DOI:10.1093/jxb/eru058.
  19. 1 2 Кобак, 1988, с. 20.
  20. 1 2 3 4 Страсбургер, 2008, с. 146.
  21. Хелдт, 2011, с. 190.
  22. Gerry Edwards,David Walker. C3, C4: Mechanisms, and Cellular and Environmental Regulation, of Photosynthesis. — Univ of California Pr, 1983. — 552 с. — ISBN 978-0520050181.
  23. Donat-Peter Häder: Photosynthese, 1. Auflage, Thieme Verlag, Stuttgart 1999, ISBN 978-3-13-115021-9, S. 207.
  24. 1 2 3 Медведев, 2013, с. 59.
  25. 1 2 3 Sage, RF., Sage, TL. und Kocacinar, F. (2012): Photorespiration and the evolution of C4 photosynthesis. In: Annu Rev Plant Biol. 63; S. 19-47; PMID 22404472; doi:10.1146/annurev-arplant-042811-105511.
  26. Raghavendra, Sage, 2011, Chapter 4; Gerald E. Edwards, Elena V. Voznesenskaya: C4 Photosynthesis: Kranz forms and single-cell C4 in terrestrial plants., pp. 29–61.
  27. 1 2 Хелдт, 2011, с. 194.
  28. Gonzalez, Daniel H.; Iglesias, Alberto A.; Andreo, Carlos S. (1986). “Active-site-directed inhibition of phosphoenolpyruvate carboxylase from maize leaves by bromopyruvate”. Archives of Biochemistry and Biophysics. 245 (1): 179—186. DOI:10.1016/0003-9861(86)90203-1. ISSN 0003-9861. PMID 3947097.
  29. 1 2 Nimmo, Hugh G (2000). “The regulation of phosphoenolpyruvate carboxylase in CAM plants”. Trends in Plant Science. 5 (2): 75—80. DOI:10.1016/S1360-1385(99)01543-5. ISSN 1360-1385. PMID 10664617.
  30. José A. Monreal, Fionn McLoughlin, Cristina Echevarría, Sofía García-Mauriño and Christa Testerink (February 2010). “Phosphoenolpyruvate Carboxylase from C4 Leaves Is Selectively Targeted for Inhibition by Anionic Phospholipids”. Plants Physiology. 152 (2): 634–638. DOI:10.1104/pp.109.150326.
  31. Kai, Yasushi; Matsumura, Hiroyoshi; Izui, Katsura (2003). “Phosphoenolpyruvate carboxylase: three-dimensional structure and molecular mechanisms”. Archives of Biochemistry and Biophysics. 414 (2): 170—179. DOI:10.1016/S0003-9861(03)00170-X. ISSN 0003-9861. PMID 12781768.
  32. Chris J. Chastain, Raymond Chollet (June 2003). “Regulation of pyruvate, orthophosphate dikinase by ADP-/Pi-dependent reversible phosphorylation in C3 and C4 plants” (PDF). Plant Physiology and Biochemistry. 41 (6–7): 523—532. DOI:10.1016/S0981-9428(03)00065-2.
  33. Кобак, 1988, с. 21.
  34. Freitag, H; Stichler, W (2000). “A remarkable new leaf type with unusual photosynthetic tissue in a central Asiatic genus of Chenopodiaceae”. Plant Biol. 2: 154—160. DOI:10.1055/s-2000-9462.
  35. Voznesenskaya, Elena; Vincent R. Franceschi; Olavi Kiirats; Elena G. Artyusheva; Helmut Freitag; Gerald E. Edwards (2002). “Proof of C4 photosynthesis without Kranz anatomy in Bienertia cycloptera (Chenopodiaceae)”. The Plant Journal. 31 (5): 649—662. DOI:10.1046/j.1365-313X.2002.01385.x. PMID 12207654.
  36. Akhani, Hossein; Barroca, João; Koteeva, Nuria; Voznesenskaya, Elena; Franceschi, Vincent; Edwards, Gerald; Ghaffari, Seyed Mahmood; Ziegler, Hubert (2005). “Bienertia sinuspersici (Chenopodiaceae): A New Species from Southwest Asia and Discovery of a Third Terrestrial C4 Plant Without Kranz Anatomy”. Systematic Botany. 30 (2): 290—301. DOI:10.1600/0363644054223684.
  37. Akhani, H; Chatrenoor, T; Dehghani, M; Khoshravesh, R; Mahdavi, P.; Matinzadeh, Z. (2012). “A new species of Bienertia (Chenopodiaceae) from Iranian salt deserts: a third species of the genus and discovery of a fourth terrestrial C4 plant without Kranz anatomy”. Plant Biosystems. 146: 550—559. DOI:10.1080/11263504.2012.662921.
  38. 1 2 3 4 Richard M. Sharpe, Sascha Offermann (2014). “One decade after the discovery of single-cell C4 species in terrestrial plants: what did we learn about the minimal requirements of C4 photosynthesis?”. Photosynth Reasrch. 119 (169). DOI:10.1007/s11120-013-9810-9.
  39. J.B. Reiskind, G. Bowes. “The role of phosphoenolpyruvate carboxykinase in a marine macroalga with C4 photosynthetic characteristics”. Proceedings of the National Academy of Sciences. 88 (7): 2883–7. DOI:10.1073/pnas.88.7.2883.
  40. Reinfelder JR, Kraepiel AM, Morel FM. (2000). “Unicellular C4 photosynthesis in a marine diatom”. Nature. 407 (6807): 996–9. DOI:10.1038/35039612. PMID 11069177.
  41. 1 2 Richard C. Leegood (2002). “C4 photosynthesis: principles of CO2 concentration and prospects for its introduction into C3 plants”. J. Exp. Bot. 53 (369): 581–590. DOI:10.1093/jexbot/53.369.581.
  42. Hans Lambers, F. Stuart Chapin III. und Thijs L. Pons: Plant Physiological Ecology. 2. Auflage, Springer, Berlin 2008; ISBN 978-0-387-78340-6; S. 80.
  43. Sage, RF. (2002): Are crassulacean acid metabolism and C4 photosynthesis incompatible? In: Functional Plant Biology 29(6); S. 775—785; doi:10.1071/PP01217.
  44. Raghavendra, Sage, 2011, Chapter 7; Stanislav Kopriva: Nitrogen and Sulfur Metabolism in C4 Plants., p. 110.
  45. Ulrich Lüttge, Manfred Kluge und Gerhard Thiel: Botanik — Die umfassende Biologie der Pflanzen. 1. Auflage, Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA; Weinheim 2010; ISBN 978-3-527-32030-1; S. 781—782.
  46. 1 2 Raghavendra, Sage, 2011, Chapter 6; Bauwe H.: Photorespiration: the bridge to C4 photosynthesis., p. 95, 132.
  47. 1 2 Rowan F. Sage, Matt Stata (2015). “Photosynthetic diversity meets biodiversity: The C4 plant example”. J. Plant Physiol. 172: 104—119. DOI:10.1016/j.jplph.2014.07.024.
  48. 1 2 3 Rowan F. Sage, Pascal-Antoine Christin and Erika J. Edwards (2011). “The C4 plant lineages of planet Earth”. Journal of Experimental Botany. 62 (9): 3155–69. DOI:10.1093/jxb/err048.
  49. 1 2 Sage, Rowan. 7 // C4 Plant Biology / Rowan Sage, Russell Monson. — 1999. — P. 228–229. — ISBN 0-12-614440-0.
  50. Bond, W. J.; Woodward, F. I.; Midgley, G. F. (2005). “The global distribution of ecosystems in a world without fire”. New Phytologist. 165 (2): 525—538. DOI:10.1111/j.1469-8137.2004.01252.x. PMID 15720663.
  51. Osborne, C. P.; Beerling, D. J. (2006). “Nature's green revolution: the remarkable evolutionary rise of C4 plants”. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 361 (1465): 173—194. DOI:10.1098/rstb.2005.1737. PMC 1626541. PMID 16553316.
  52. 1 2 Rowan F. Sage (2016). “A portrait of the C4 photosynthetic family on the 50th anniversary of its discovery: species number, evolutionary lineages, and Hall of Fame”. Journal of Experimental Botany. 67 (14): 4039–56. DOI:10.1093/jxb/erw156.
  53. Sage Rowan, Russell Monson. 16 // C4 Plant Biology. — 1999. — P. 551–580. — ISBN 0-12-614440-0.
  54. Zhu XG, Long SP, Ort DR (2008). “What is the maximum efficiency with which photosynthesis can convert solar energy into biomass?”. Current Opinion in Biotechnology. 19 (2): 153—159. DOI:10.1016/j.copbio.2008.02.004. PMID 18374559.
  55. Kadereit, G; Borsch, T; Weising, K; Freitag, H (2003). “Phylogeny of Amaranthaceae and Chenopodiaceae and the Evolution of C4 Photosynthesis”. International Journal of Plant Sciences. 164 (6): 959—86. DOI:10.1086/378649.
  56. 1 2 Кобак, 1988, с. 23.
  57. 1 2 Страсбургер, 2008, с. 145.
  58. 1 2 3 4 Raghavendra, Sage, 2011, Chapter 10; Rowan F. Sage, Ferit Kocacinar, David S. Kubien: C4 Photosynthesis and Temperature., p. 170.
  59. 1 2 Ulrich Lüttge, Manfred Kluge: Botanik — Die einführende Biologie der Pflanzen. 6. aktualisierte Auflage, Wiley-VCH, 2012, ISBN 978-3527331925, S. 498.
  60. 1 2 Ермаков, 2005, с. 204.
  61. Linder Biologie Gesamtband, Schroedel, 22. Auflage, Braunschweig, 2005, S. 56
  62. Страсбургер, 2008, с. 151.
  63. Хелдт, 2011, с. 186.
  64. 1 2 Raghavendra, Sage, 2011, Chapter 19; Michael B. Jones: C4 species as energy crops., pp. 379–397.
  65. Joseph Craine. Why be efficient? A question for C4 plants. Wild Plants Post (November 11, 2009).
  66. 1 2 Rowan F. Sage, Stefanie Sultmanis (2016). “Why Are There No C4 Forests?”. Journal of Plant Physiology. DOI:10.1016/j.jplph.2016.06.009.
  67. Ulrich Lüttge, Manfred Kluge, Gabriela Bauer: Botanik. 5. vollst. überarb. Auflage. Wiley-VCH, Weinheim 2005; ISBN 978-3-527-31179-8; S. 485.
  68. Caroline Bowsher, Martin W. Steer, Alyson K. Tobin: Plant Biochemistry. Garland Pub, New York, NY 2008, ISBN 978-0-8153-4121-5; S. 136.
  69. Кобак, 1988, с. 26.
  70. Donat-Peter Häder: Photosynthese, 1. Auflage, Thieme Verlag, Stuttgart 1999, ISBN 978-3-13-115021-9, S. 214.
  71. Хелдт, 2011, с. 195.
  72. 1 2 Raghavendra, Sage, 2011, Chapter 18; James N. Burnell: Hurdles to Engineering Greater Photosynthetic Rates in Crop Plants: C4 Rice., p. 363.
  73. Bullis, Kevin Speeding Plant Growth to Feed the World | MIT Technology Review. MIT Technology Review (December 2015). Дата обращения: 30 декабря 2015.
  74. Ulrich Lüttge, Manfred Kluge und Gerhard Thiel: Botanik — Die umfassende Biologie der Pflanzen. 1. Auflage, Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA; Weinheim 2010; ISBN 978-3-527-32030-1; S. 797.
  75. Raghavendra, Sage, 2011, Chapter 17; Colin P. Osborne: The geologic history of C4 plants, pp. 339–357.
  76. Sage R.F.; Sage T.L.; Kocacinar F. (2012). “Photorespiration and the Evolution of C4 Photosynthesis”. Annu Rev Plant Biol. 63 (19): 19–47. DOI:10.1146/annurev-arplant-042811-105511. PMID 22404472.

Литература

На русском

  • П. Зитте, и др. на основе учебника Э. Страсбургера. Ботаника / Под ред. В. В. Чуба. — 35-е изд. — М.: Академия, 2008. — Т. 2. Физиология растений. — 495 с.
  • Медведев С. С. Физиология растений. — СПб.: БХВ-Петербург, 2013. — 335 с.
  • Физиология растений / Под ред. И. П. Ермакова. — М.: Академия, 2005. — 634 с.
  • Хелдт Г. В. Биохимия растений. — М.: БИНОМ. Лаборатория знаний, 2011. — 471 с.
  • К.И.Кобак. Биотические компоненты углеродного цикла / Под ред. М.И. Будыко. — Ленинград: Гидрометеоиздат, 1988. — 246 с. — ISBN 5-286-00055-X.

На английском

  • C4 Photosynthesis and Related CO2 Concentrating Mechanisms / Editors: Agepati S. Raghavendra and Rowan F. Sage. — Springer, 2011. — Vol. 32. — 424 p. — (Advances in Photosynthesis and Respiration). — ISBN 978-90-481-9407-0. — doi:10.1007/978-90-481-9407-0.